I complessi multienzimatici sono strutture discrete e stabili formate da enzimi associati in modo non covalente che catalizzano due o più reazioni consecutive di una via metabolica.
Possono essere considerati come un passo in avanti nell’evoluzione dell’efficienza catalitica in quanto assicurano vantaggi che i singoli enzimi, anche quelli che hanno raggiunto la perfezione catalitica, da soli non avrebbero.

INDICE

• Quali vantaggi offrono i complessi multienzimatici?
• Esempi di complessi multienzimatici
  • Alfa-chetoacido-deidrogenasi
    • Che cosa sono i chetoacidi?
  • Triptofano sintasi
  • Acetil-CoA carbossilasi
  • Carbamil fosfato sintetasi
• Bibliografia

Quali vantaggi offrono i complessi multienzimatici?

Nel corso dell’evoluzione alcuni enzimi si sono evoluti sino al raggiungimento della perfezione catalitica. Si tratta cioè di enzimi per i quali quasi ogni collisione con il proprio substrato ne determina la conversione in prodotto. Esempi sono:

• la fumarasi (EC 4.2.1.2), che catalizza la settima tappa del ciclo dell’acido citrico, ossia l’idratazione/deidratazione reversibile del doppio legame del fumarato a dare malato;
• l’acetilcolinesterasi (EC 3.1.1.7), che catalizza l’idrolisi dell’acetilcolina, un neurotrasmettitore, in colina e acido acetico, che a sua volta si dissocia a dare acetato e ioni idrogeno;
• la superossido dismutasi (EC 1.15.1.1), che catalizza la conversione, e quindi l’inattivazione, del radicale superossido (O₂^.-), una specie molto reattiva, in perossido d’idrogeno od acqua ossigenata (H₂O₂) e acqua;
• la catalasi (EC 1.11.1.6), che catalizza la degradazione di H₂O₂ in acqua e ossigeno.

La velocità con cui avviene una reazione enzimatica è dunque in parte è determinata dalla frequenza con cui i substrati e gli enzimi stessi collidono. Ne deriva che un modo semplice per aumentarla sia quello di aumentare le concentrazioni di enzima e substrato. Tuttavia, visto l’enorme numero di reazioni che si verificano all’interno della cellula le loro concentrazioni non potranno essere elevate. E infatti nella cellule la concentrazione della maggior parte dei metaboliti è dell’ordine delle micromoli (10^-6 M), e per la maggior parte degli enzimi anche più bassa.
L’evoluzione ha quindi imboccato strade differenti per aumentare la velocità di reazione, una delle quali è stata quella di ottimizzare l’organizzazione spaziale degli enzimi con la formazione dei complessi multienzimatici e degli enzimi multifunzionali, ossia strutture che permettono di minimizzare la distanza che il prodotto di una reazione deve percorrere per passare al sito attivo che catalizza la reazione successiva, essendo i siti attivi vicini gli uni agli altri. Si verifica cioè l’incanalamento dei substrati, in inglese substrate o metabolic channeling, incanalamento che può avvenire anche attraverso veri e propri canali intramolecolari che connettono i siti attivi, come nel caso, tra i complessi enzimatici, del complesso della triptofano sintasi (EC 4.2.1.20), il cui tunnel fu il primo a essere scoperto, e quello della carbamil fosfato sintetasi batterica (EC 6.3.4.16).
L’incanalamento dei substrati è in grado di aumentare la velocità di reazione, ma più in generale l’efficienza catalitica, in più modi, di seguito brevemente descritti.

• Viene limitata al minimo la diffusione di substrati e prodotti nel mezzo circostante, quindi la loro diluizione e riduzione della concentrazione, producendo anzi elevate concentrazioni locali anche quando la loro concentrazione cellulare è bassa, il che porta a un aumento della frequenza delle collisioni enzima-substrato.
• Viene ridotto il tempo di transito dei substrati da un sito attivo al sito attivo successivo.
• Viene ridotta la probabilità che si verifichino reazioni collaterali.
• Gli intermedi chimicamente labili sono protetti dalla degradazione da parte del solvente.

Un altro vantaggio metabolico apportato dai complessi multienzimatici, analogamente a quanto accade con gli enzimi multifunzionali, è che consentono di controllare in modo coordinato l’attività catalitica degli enzimi che lo compongono. E se si aggiunge il fatto che spesso l’enzima che catalizza la prima reazione della sequenza è l’enzima regolatorio, è possibile evitare:

• la sintesi di intermedi non necessari, altrimenti prodotti se la sequenza di reazioni fosse regolata a valle della prima reazione;
• la sottrazione di metaboliti ad altre vie come pure uno spreco di energia.

Esempi di complessi multienzimatici

Da quanto detto in precedenza non sorprende che, specialmente nelle cellule eucariote, i complessi multienzimatici, al pari degli enzimi multifunzionali, siamo comuni e coinvolti in differenti vie metaboliche, sia anaboliche che cataboliche, mentre sono pochi gli enzimi liberamente diffusibili. Di seguito alcuni esempi.

Alfa-chetoacido deidrogenasi

Esempi classici di complessi multienzimatici sono i tre complessi appartenenti alla famiglia delle alfa-chetoacido deidrogenasi o 2-ossiacido deidrogenasi, ossia:

• il complesso della piruvato deidrogenasi o PDC, acronimo dell’inglese pyruvate dehydrogenase complex;
• il complesso dell’α-chetoacido deidrogenasi a catena ramificata o BCKDH , acronimo dell’inglese branched-chain α-keto acid dehydrogenase complex;
• il complesso della α-chetoglutarato deidrogenasi, o 2-oxoglutarato deidrogenasi o OGDH, acronimo dell’inglese 2-oxoglutarate dehydrogenase.

I tre complessi sono correlati sia dal punto di vista strutturale che funzionale.
Considerando ad esempio il complesso della piruvato deidrogenasi questi è formato da copie multiple di tre enzimi differenti:

• piruvato deidrogenasi o E₁ (EC 1.2.4.1);
• diidrolipoil transacetilasi o E₂ (EC 2.3.1.12);
• diidrolipoil deidrogenasi o E₃ (EC 1.8.1.4).

PDC, sia nei procarioti che negli eucarioti presenta quindi una struttura di base E₁-E₂-E₃, struttura che si ritrova anche negli altri due complessi. In aggiunta, all’interno di una data specie:

• la diidrolipoil deidrogenasi è identica;
• la piruvato deidrogenasi e la diidrolipoil transacetilasi sono omologhe

E, sebbene questi enzimi siamo specifici per i rispettivi substrati, utilizzano gli stessi cofattori, ossia il coenzima A, il NAD, al tiamina pirofosfato, il FAD e la lipoamide.
Al fine di differenziarle vengono indicate, per il complesso della piruvato deidrogenasi, della α-chetoglutarato deidrogenasi e della α-chetoacido deidrogenasi a catena ramificata, rispettivamente come:

• E1p, E1o ed E1b (EC 1.2.4.4);
• E3p, E3o, and E3b (EC 1.8.1.4).

Nota: il complesso della piruvato deidrogenasi degli eucarioti è il più grande complesso multienzimatico conosciuto, più grande di un ribosoma e visibile anche al microscopio elettronico.

Il complesso della piruvato deidrogenasi, che rappresenta il ponte di collegamento tra glicolisi e ciclo dell’acido citrico, catalizza la decarbossilazione ossidativa del piruvato, un α-chetoacido. Nel corso delle reazioni il gruppo carbossilico del piruvato viene rilasciato in forma di anidride carbonica (CO₂) e si verifica il trasferimento del gruppo acetilico risultante al coenzima A a dare acetil-coenzima A. Inoltre sono rilasciati due elettroni che sono trasferiti al NAD⁺.
Anche nel corso delle reazioni catalizzate dal complesso della α-chetoglutarato deidrogenasi e dal complesso della α-chetoacido deidrogenasi a catena ramificata, rispettivamente quarta reazione del ciclo dell’acido citrico, ossia l’ossidazione dell’α-chetoglutarato a succinil-CoA, e l’ossidazione degli α-chetoacidi derivanti dal catabolismo degli amminoacidi a catena ramificata valina, leucina e isoleucina, si verifica:

• la liberazione del carbonio carbossilico dell’alfa-chetoacido in forma di CO₂;
• il trasferimento del gruppo acilico risultante al coenzima A a dare l’acil-CoA corrispondente;
• la riduzione del NAD⁺ a NADH.

Dunque, la notevole somiglianza esistente tra le strutture proteiche, i cofattori richiesti e i meccanismi di reazione riflettono senza dubbio una origine evolutiva comune.

Che cosa sono i chetoacidi?

I chetoacidi o ossiacidi sono composti organici contenenti due gruppi funzionali: un gruppo carbossilico e uno chetonico. In base alla posizione del gruppo chetonico si possono individuare alfa-chetoacidi, beta-chetoacidi e gamma-chetoacidi.

• Negli alfa-chetoacidi o 2-ossiacidi il gruppo chetonico è in posizione α (2) rispetto al carbonio carbossilico, ossia adiacente a esso. Questi composti sono particolarmente importanti in biologia in quanto coinvolti nella glicolisi, l’acido piruvico, il più semplice degli α-chetoacidi, e nel ciclo dell’acido citrico, l’acido ossalacetico e l’acido α-chetoglutarico.
• Nei beta-chetoacidi o 3-ossiacidi il gruppo chetonico è in posizione β (3) rispetto al carbonio carbossilico. Un esempio è l’acido acetoacetico, il più semplice tra i β-chetoacidi, e uno dei tre corpi chetonici, assieme all’acetone e l’acido β-idrossibutirrico, prodotti dall’epatocita nel caso in cui ci sia un eccesso di acetil-CoA, come durante il digiuno o diete povere di carboidrati.
• Nei gamma-chetoacidi o 4-ossiacidi il gruppo chetonico è in posizione γ (4) rispetto al carbonio carbossilico. Un esempio è l’acido levulinico, il più semplice dei γ-chetoacidi, derivante dal catabolismo della cellulosa.

Triptofano sintasi

Il complesso della triptofano sintasi è uno degli esempi di incanalamento dei substrati meglio studiati. Presente nei batteri e nelle piante ma non negli animali, nei batteri è formato da due subunità α e due β assemblate in unità dimeriche αβ, che sembrano esser l’unità funzionale del complesso, a dare una struttura tetramerica αββα.
Il complesso catalizza gli ultimi due passaggi della sintesi del triptofano: dall’indolo-3-glicero fosfato, per azione di una liasi (EC 4.1.2.8) presente sulle subunità α, viene liberata una molecola di gliceraldeide-3-fosfato e l’indolo. L’indolo diffonde quindi verso il sito attivo presente sulla subunità β sfruttando un tunnel idrofobico di circa 30 Å che, in ciascuna coppia αβ, connette i due siti attivi. Nel sito attivo della subunità β avviene, in presenza del piridossal-5-fosfato, la condensazione tra l’indolo e una serina a dare il triptofano.

Acetil-CoA carbossilasi

L’acetil-CoA carbossilasi o ACC (EC 6.4.1.2), membro della famiglia delle carbossilasi biotina-dipendenti, catalizza la prima tappa di comando della sintesi degli acidi grassi, ossia la carbossilazione dell’acetil-CoA a malonil-CoA, che è utilizzato come donatore di unità bicarboniose dalla acido grasso sintasi (EC 2.3.1.85) durante il processo di allungamento che porterà alla sintesi dell’acido palmitico.
Nei batteri ACC è un complesso multienzimatico composto da due enzimi, la biotina carbossilasi (EC 6.3.4.14) e una carbossitransferasi, cui si aggiunge una proteina trasportatrice della biotina o BCCP, acronimo dell’inglese biotin carboxyl-carrier protein.
Nei mammiferi e negli uccelli è invece un enzima multifunzionale, in quanto le due attività enzimatiche sono presenti su una stessa catena polipeptidica, nella quale si ritrova anche BCCP.
Nelle piante superiori sono presenti entrambe le forme.

Carbamil fosfato sintetasi

Altro esempio ben caratterizzato di incanalamento dei substrati è il complesso della carbamil fosfato sintetasi dei batteri, che catalizza la sintesi del carbamil fosfato, necessario sia per la sintesi delle pirimidine che per quella dell’arginina. Il complesso presenta un tunnel lungo circa 100 Å all’interno del quale si muovono i prodotti delle sue tre attività enzimatiche.
La prima catalizza la cessione dell’azoto ammidico della glutammina in forma di ione ammonio, il quale entra nel tunnel dove nel secondo sito attivo si combina con il bicarbonato, a spese di una molecola di ATP, a dare carbamato, che infine nell’ultimo sito attivo viene fosforilato a carbamil fosfato.

Bibliografia

1. Alberts B., Johnson A., Lewis J., Morgan D., Raff M., Roberts K., Walter P. Molecular biology of the cell. 6th Edition. Garland Science, Taylor & Francis Group, 2015
2. Garrett R.H., Grisham C.M. Biochemistry. 4th Edition. Brooks/Cole, Cengage Learning, 2010
3. Hilario E., Caulkins B.G., Huang Y-M. M., You W., Chang C-E. A., Mueller L.J., Dunn M.F., and Fan L. Visualizing the tunnel in tryptophan synthase with crystallography: insights into a selective filter for accommodating indole and rejecting water. Biochim Biophys Acta 2016;1864(3):268-279. doi:10.1016/j.bbapap.2015.12.006
4. Hyde C.C., Ahmed S.A., Padlan E.A., Miles E.W., and Davies D.R. Three-dimensional structure of the tryptophan synthase multienzyme complex from Salmonella typhimurium. J Biol Chem 1988;263(33):17857-17871. doi:10.1016/S0021-9258(19)77913-7
5. Hyde C.C., Miles E.W. The tryptophan synthase multienzyme complex: exploring structure-function relationships with X-ray crystallography and mutagenesis. Nat Biotechnol 1990:8;27-32. doi:10.1038/nbt0190-27
6. Koolman J., Roehm K-H. Color atlas of Biochemistry. 2nd Edition. Thieme, 2005
7. Michal G., Schomburg D. Biochemical pathways. An atlas of biochemistry and molecular biology. 2nd Edition. John Wiley J. & Sons, Inc. 2012
8. Moran L.A., Horton H.R., Scrimgeour K.G., Perry M.D. Principles of Biochemistry. 5th Edition. Pearson, 2012
9. Nelson D.L., Cox M.M. Lehninger. Principles of biochemistry. 6th Edition. W.H. Freeman and Company, 2012
10. Perham R.N., Jones D.D., Chauhan H.J., Howard MJ. Substrate channeling in 2-oxo acid dehydrogenase multienzyme complexes. Biochem Soc Trans 2002;30(2):47-51. doi:10.1042/bst0300047
11. Rodwell V.W., Bender D.A., Botham K.M., Kennelly P.J., Weil P.A. Harper’s illustrated biochemistry. 30th Edition. McGraw-Hill Education, 2015
12. Voet D. and Voet J.D. Biochemistry. 4th Edition. John Wiley J. & Sons, Inc. 2011
13. Yon-Kahn J., Hervé G. Molecular and cellular enzymology. Springer, 2009
14. Welch G. R., Easterby J.S. Metabolic channeling versus free diffusion: transition-time analysis. Trends Biochem Sci 1994;19(5):193-197. doi:10.1016/0968-0004(94)90019-1
15. Zhou Z.H., McCarthy D.B., O’Connor C.M., Reed L.J., and J.K. Stoops. The remarkable structural and functional organization of the eukaryotic pyruvate dehydrogenase complexes. Proc Natl Acad Sci USA 2001;98(26):14802-14807. doi:10.1073/pnas.011597698